sekilas tentang rotifer, nannochloropsis, i.galbana, tetraselmis, chaetocheros

II TINJAUAN PUSTAKA

2.1 Rotifer

2.1.1 Klasifikasi Rotifer

            Rotifer merupakan zooplankton dari famili Brachioninae. Isnanstyo dan Kurniastuty (1995) mengatakan, rotifer memiliki klasifikasi:

Phyllum           : Rotifer

Kelas               : Monogonata

Ordo                : Ploima

Famili              : Brachioninae

Genus              : Brachionus

Spesie              : Brachionus plicatilis

2.1.2 Morfologi Rotifer

            Rotifer memiliki susunan morfologi yang sederhana. Tubuhnya berwarna transparan, beberapa berwarna hijau, merah atau coklat yang disebabkan oleh warna makanan yang ada disekitar saluran pencernaannya. Tubuhnya terdiri atas tiga bagian yaitu kepala yang pendek, badan yang besar, dan kaki atau ekor. Pada bagian kepala terdapat enam buah duri, diantaranya terdapat sepasang duri yang panjang dibagaian tengah (Isnansetyo & Kurniastuty, 1995). Pergerakannya dilakukan oleh sekumpulan silia yang membudar di sekitar bagian kepala yang disebut corona. Kulit luar yang keras menutupi tubuhnya disebut lorica memberikan rotifer bentuk tubuh yang jelas. Kadang-kadang lorica memiliki duri anterior dan posterior yang berfungsi sebagai pertahanan diri dari predator atau sebagai alat pengapung. Kaki yang memanjang pada bagian posterior digunakan untuk melekat. Panjang tubuh rotifer antara 60-273 µm dengan lebar 92-170 µm (Suminto, 2005).

            Antara jenis jantan dan betina terdapat perbedaan bentuk yang menyolok. Secara umum yang jantan mempunyai bentuk tubuh yang jauh lebih kecil daripada yang betina dan muncul pada masa-masa tertentu saja, sedangkan yang betina memiliki ukuran tubuh lebih besar hampir setiap saat selalu berkembang biak secara partenogenesis (tanpa kawin). Bahkan banyak diantara jenisnya yang tidak dikenal pejantannya. Untuk lebih jelasnya dapat dilihat pada Gambar 1.

Gambar 1. Morfologi Rotifer (Mujib, 2008) Dilihat dari ventral.

2.1.3 Habitat Rotifer

            Rotifer dapat hidup di perairan telaga, sungai, rawa, danau, dan sebagian besar terdapat di perairan air payau (Marshall & William 1967, Redjeki & Murtiningsih 1995b) . Rotifer bersifat omnivora sehingga di habitat asalnya membutuhkan melimpahnya jenis makanan yang  terdiri dari perifiton, nannoplankton, dentritus dan semua partikel organik yang sesuai dengan lebar mulut larva. Jumlah dan kualitas makanan rotifer sangat mempengaruhi populasi rotifer. Beberapa hasil penelitian menyebutkan bahwa kepadatan Tetraselmis dan Chorella sp. sebesar 5 juta sel/ml dan roti sebanyak 500-700 ekor/ml. Oleh sebab itu untuk mendapatkan rotifer yang lebih baik disarankan agar dalam memberikan pakan Chlorella sp. sebaiknya dengan kepadatan 2,13-3,5 x 1 juta sel/ml (Rachmasari, 1989).

2.1.4 Reproduksi Rotifer

            Rotifer di dalam media kultur dapat dilakukan dengan dua cara yaitu secara sexual dan asexual. Perkembangbiakan secara asexsual (tidak kawin) yang disebut dengan parthenogenesis terjadi dalam keadaan normal. Untuk menghasilkan spermatozoa, rotifer jantan siap berkopulasi setelah satu jam telur menetas. Sifat yang khas pada rotifera adalah adanya dua tipe jenis betina yaitu betina miktik dan amiktik. Betina amiktik menghasilkan telur yang akan berkembang menjadi betina amiktik pula. Tetapi dalam keadaan lingkungan yang kurang menguntungkan (tidak normal) seperti terjadi perubahan salinitas, suhu air dan kualitas pakan, maka telur betina amiktik tersebut dapat menghasilkan individu dari jenis jantan dan betina, sehingga terjadi variasi genetik              (West et al,1999). Betina miktik tidak melakukan fertilisasi maka akan menghasilkan telur yang akan berkembang menjadi jantan atau hiploid. Bila jantan dan betina miktik tersebut kawin, maka betina miktik akan menghasilkan telur dorman (dorman egg) dengan cangkang yang keras dan tebal yang tahan terhadap kondisi perairan yang jelek dan kekeringan, dan dapat menetas bila keadaan perairan telah normal kembali (Gilbert, 1980). Pada populasi yang rendah banyak dijumpai yang amiktik. Pada keadaan dimana lingkungan yang tidak mendukung walaupun populasi sedang meningkat, betina miktik tidak akan melakukan reproduksi secara seksual (Gilbert, 1977).

            Kista rotifer dihasilkan selama fase aseksual dalam sirklus hidupnya. Kista rotifer melindungi embrio dengan menekan proses metabolisme sehingga mampu bertahan selama beberapa tahun. Kista yang dihasilkan hampir sama dengan besar telur yang dihasilkan melalui fase seksual. Namun bedanya mereka ditutupi oleh cangkang yang keras serta mereka dapat bertahan dalam lingkungan yang ekstrim. Ketika berada dalam lingkungan yang sesuai kista tersebut dapat menetas pada usia 24 atau 48 jam pada saat reproduksi, suhu maksimum antara 30-34⁰C (Fulks dan Main, 1991) dengan pencahayaan yang cukup. Rotifer-rotifer yang menetas tidak digunakan langsung untuk pakan tetapi untuk inokulan untuk kultur massal. Setelah dikultur massal baru rotifer-rotifer ini digunakan sebagai pakan alami untuk kepiting (Suminto, 2005). Untuk lebih jelasnya dapat dilihat pada         Gambar 2.

Gambar 2. Siklus Hidup Rotifer (Timothy, 2009).

2.1.5 Teknik Kultur Rotifer

   Untuk memperoleh pakan alami yang tidak tercampur oleh jenis plankton dan tumbuhan air lain, dapat dilakukan dengan cara kultur. Pada suatu unit pembenihan, penyediaan pakan alami untuk larva ikan dibedakan menjadi tiga kegiatan, yaitu kultur murni (skala laboratorium), kultur semi massal dan kultur massal yaitu dalam bak bervolume besar (Cahyaningsih, 2003).

A. Kultur Rotifer Skala Laboratorium

            Kultur murni merupakan kultur plankton yang dilakukan di ruangan tertutup dengan tujuan mendapatkan spesies murni (mono spesies). Kegiatan kultur murni meliputi tahapan sterilisasi alat dan bahan, isolasi, kultur media agar dan penyimpanan bibit (Ismantara, 2009).

            Bibit rotifer dapat diambil dari perairan tawar, payau atau laut. Air media untuk kultur ini dibuat dari ekstrak pupuk kandang. Ekstrak ini dibuat dengan merebus pupuk tersebut dalam panci. Dalam tempet perebusan ini dituangkan air dan kotoran kuda dengan perbandingan 5:4. Larutan ini direbus selama 1 jam, kemudian didinginkan dan disaring. Air media dimasukkan dalam botol ukuran 1 galon. Selanjutnya, ke dalam air media ini dimasukkan bibit protozoa atau ganggang renik. Bibit ini sengaja ditumbuhkan sebagai pakan rotifer. Simpan air media ini selama 1 minggu supaya pakan ini tumbuh melimpah (Abbas, 1996).

            Induk dikembangkan secara bertahap dari test tube 50 ml sampai elenmeyer 1000 ml dimedia air laut steril, dengan pencahayaan lampu TL dan dilengkapi aerasi sebagai suplai oksgen. Dalam waktu 3 – 4 hari, rotifer yang dikultur berkembang dan dapat dipindahkan kedalam wadah yang volumenya lebih besar. Selama pemeliharaan pada skala laboratorium tidak ada perlakuan ganti air, dan dilakukan penambahan fitoplankton sebagai pakan dari zooplankton (Matsum,2009).

a. Media isolasi

            Berdasarkan habitat alaminya pakan alami rotifer ini dapat hidup pada perairan yang mengandung unsur hara. Unsur hara ini dialam diperoleh dari hasil dekomposisi nutrien yang ada didasar perairan. Untuk melakukan budidaya pakan alami diperlukan unsur hara tersebut didalam media budidaya. Unsur hara yang dimasukkan kedalam media tersebut pada umumnya adalah pupuk (Gusrina,2008).

b. Metode isolasi

Dalam hal mengisolasi satu spesies plankton dari alam ada beberapa metode yang dapat dilakukan, salah satunya adalah metode media agar. Pada dasarnya teknik isolasi menggunakan sejumlah cawan petri, pipa kapiler, beaker glass dan pipet yang sebelum dipergunakan harus steril terlebih dahulu dengan autoclave. Cawan steril diisi larutan agar dan sesudah larutan agar membeku plankton ditebar dengan pipet tetes yang berujung kecil. Cawan petri ditutup dan disimpan pada suhu kamar (± 25 ºC) selama beberapa hari. Setiap koloni plankton yang tumbuh diperiksa dengan bantuan mikroskop, untuk mencari jenis alga yang dikehendaki. Apabila masih tercampur harus dikultur lagi dalam media agar sampai diperoleh koloni yang benar-benar murni (Sabarudin,1979).

B. Kultur Rotifer Skala Semi Massal

            Tahap-tahap yang dilakukan dalam kultur semi massal adalah persiapan dan sterilisasi alat dan bahan, pengisian air media dan pemupukan, pemeliharaan dan pemanenan (Ismantara, 2009).

1. Persiapan dan Sterilisasi Alat dan Bahan

Alat dan bahan merupakan sarana yang terpenting dalam kegiatan kultur. Menyediakan aquarium berukuran 60 x 40 x 50 cm atau fibre glass berkapasitas  1 ton yang bersih dan kering. Oleh karena itu, persiapan yang optimal akan menghasilkan kultur yang maksimal. Sterilisasi alat dan bahan pada kultur semi massal sama halnya dengan sterilisasi pada kultur murni.

Media kultur yang digunakan sebelumnya di sterilkan melalui fiber bag 25µ dan peralatan di sterilkan dengan chlorinsasi kurang lebih 10 ppm dan penetralan menggunakan thosulfat kurang dari 5 ppm. Rotifer dikultur dalam media air laut bersalinitas 30–32 ppt, sumber energi di peroleh dari sinar matahari secara tidak langsung dan dilengkapi aerasi sebagai suplai oksigen. Kepadatan rotifer yang digunakan dalam kultur semi masal berkisar 40–50 ind             (Matsum, 2009).

2. Pengisian air media

            Wadah yang sudah disterilkan diisi air kolam yang dilewatkan saringan halus sesuai dengan kapasitasnya. Sumber energi di peroleh dari sinar matahari secara tidak langsung dan dilengkapi aerasi sebagai suplai oksigen (Abbas, 1996).

3. Pemberian Pakan Untuk Rotifer

            Pakan rotifer adalah phytoplankton misalnya Chlorella sp., pakan ini dapat tumbuh dengan cara pemberian pupuk kandang berupa kotoran ayam atau kotoran sapi sebanyak 300-400 gr/liter air. Pupuk ini di bungkus dalam kantong kain strimin dan dicelupkan menggantung dalam air. Pupuk lain yang biasa digunakan adalah urea dan TSP, masing-masing sebanyak 2 mg/l.

            Selesai pemupukan ditunggu selama beberapa hari sampai air ditumbuhi oleh jasad-jasad renik yang merupakan makanan rotifer. Selama beberapa hari sejak pemupukan tersebut warna air akan menjadi coklat pirang. Setelah keadaan ini, bibit rotifer dapat dimasukkan dengan kepadatan 10-15 ekor/ml.

            Produksi rotifer dapat lebih melimpah lagi dengan cara makanan yang diberikan berupa pakan alami hasil produksi massal pula. Pakan alami ini diproduksi tersendiri dan kemudian diberikan setiap harinya. Untuk setiap ton kapasitas wadah produksi massal rotifer dapat diberikan pakan alami dengan kepadatan 5 juta sel/ml (Abbas, 1996).

C. Kultur Rotifer Skala Massal

            Kultur masal pada bak volume 5 – 12 m³. Kultur dilakukan dalam ruang terbuka yang cukup mendapatkan cahaya matahari. Tahap-tahap yang dilakukan dalam kegiatan kultur skala massal adalah  persiapan alat dan wadah budidaya, pemberian pupuk, pengisisan media, penebaran bibit, pemeliharaan dan pemanenan.

1. Persiapan Alat dan Wadah

            Persiapan kolam untuk produksi ini meliputi pengeringan, pengapuran dan pemupukan. Kolam dikeringkan selama 3-4 hari. Kemudian kapur dan pupuk ditebar. Jenis kapur yang dipergunakan adalah kapur tohor (CaO) sebanyak 200-300 gr/m².

2. Pengisian Media

            Setelah persiapan alat dan wadah selesai dilakukan, langkah berikutnya adalah pemasukan air hingga penuh. Biarkan genangan air ini selama 4-5 hari agar pupuk terurai sempurna. Beberapa organisme air akan tumbuh bersamaan dengan proses penguraian pupuk.

3. Penebaran Bibit

            Secara umum dikenal 2 metode kultur rotifer yaitu metode panen harian dan metode transfer. Metode panen harian lebih praktis dan mudah sedangkan pada metode trasfer di perlukan bak yang lebih banyak, namun rotifer yang dihasilkan trasfer lebih bersih. Metode panen harian diawali penumbuhan phytoplankton dan bak kultur rotifer hingga mencapai kepadatan 3–4 juta sel/ml, setelah fitoplankton siap, bibit rotifer dapat ditebar dengan kepadatan 40–50 ind/ml yang diperoleh dari kultur semi massal (Kompas, 2009). Pengisisan media alga dilakukan dengan metode transfer dari bak kultur phytoplankton. Pengisisan terdiri dari 3 tahap yaitu hari I sebanyak 25%, hari II 50% dan hari III 100% dari volume bak kultur. Kepadatan phytoplankton sebanyak 2,5 x 10⁶ sel/ml. Padat tebar sebanyak 20 ind/ml, dipanen setelah mencapai puncak kepadatan 250 ind/ml  (Ismantara, 2009).

4. Pemeliharaan Rotifer

            Fulk dan Mains (1991) menyatakan bahwa rotifer dapat tumbuh dengan baik pada suhu 20–30⁰ C, salinitas 30–35 ppt, pH 7,5–8,5. agar rotifer dapat berkembang dengan baik, sebaiknya dipelihara di tempat yang mendapat sinar matahari dengan suhu antara 27–29⁰ C dan pH antara 7,7–8,7. Sedangkan untuk salinitas tergantung pada jenis rotifer, untuk jenis air laut ada yang hidup pada salinitas antara 15–18 ppt dan ada pula hidup pada salinitas 28–30 ppt.

2.1.6 Pertumbuhan Rotifer

            Pertumbuhan rotifer yang melalui produksi skala laboratorium dalam waktu 3-4 hari, rotifer yang di kultur dalam akuarium berkembang dan dapat digunakan sebagai bibit untuk kultur massal, pertambahan populasi rotifer di hitung setiap hari dan perhitungan populasi dilakukan di bawah mikroskop dengan alat bantu sedgwich rafter cell dan hand counter. Sedangkan yang melalui produksi skala semi massal dan produksi massal, setelah 1 minggu rotifer akan berkembang biak (Matsum, 2009).

2.1.7 Tahap pengamatan, pengukuran dan pencatatan

            Pemantauan pertumbuhan pakan alami rotifer di media kultur harus dilakukan agar tidak terjadi kepadatan populasi yang mengakibatkan tingkat kematian yang tinggi didalam media. Hal tersebut diakibatkan oleh kurangnya oksigen didalam media kultur. Tingkat kepadatan populasi yang maksimal didalam media kultur adalah 80 ind/ml, walaupun ada juga yang mencapai kepadatan 120 – 150 ind/ml (Karimin, 2010).

            Untuk mengukur tingkat kepadatan populasi rotifer didalam media kultur dilakukan dengan cara sampling beberapa titik dari media, minimal tiga kali sampling. Sampling dilakukan dengan cara mengambil air media kultur yang berisi rotifer dengan menggunakan baker glass atau erlemeyer. Hitunglah jumlah rotifer yang terdapat dalam botol contoh tersebut, data tersebut dapat dikonversikan dengan volume media kultur (Gusrina, 2008).

            Perhitungan kepadatan rotifer dapat dilakukan dengan menggunakan mikroskop ataupun dengan mata telanjang dengan menggunakan pipet berukuren 1 ml. Budidaya dengan sistem ini dilakukan secara berulang-ulang sesuai dengan kebutuhan larva kepiting (Iskandar, 2006).

       Apabila jumlah rotifer yang ada sangat banyak, maka dari gelas piala 100 ml dapat diencerkan, caranya adalah dengan menuangkan kedalam gelas piala 1000 ml dan ditambah air hingga volumenya 1000 ml. Dari gelas 1000 ml, lalu diambil sebanyak 100 ml. Rotifer yang ada dihitung seperti cara diatas, lalu kepadatan di dalam wadah budidaya dapat diketahui dengan cara mengalikan 10 kali jumlah didalam gelas 100 ml. Sebagai contoh, apabila di dalam gelas piala 100 ml terdapat 200 ekor rotifer, maka kepadatan rotifer diwadah budidaya adalah 10 X 200 ekor = 2000 individu per 100 ml (Gusrina, 2008).

            Pencatatan tentang perkembangan rotifer dilakukan secara teratur dan
berkala serta data hasil pengamatan dicatat untuk mengetahui perkembangan populasi serta cermat dan untuk bahan pertimbangan pemeliharaan             berikutnya (Gusrina, 2008).

2.1.8 Pemanenan

            Pemanenan pakan alami rotifer ini dapat dilakukan setiap hari atau seminggu sekali atau dua minggu sekali. Hal tersebut bergantung kepada kebutuhan suatu usaha terhadap ketersediaan pakan alami rotifer. Pada saat panen, rotifer pada bak kultur tidak dihabiskan namun di sisakan sebagian atau minmal 50 % dari tital sebagai bibit pengkulturan brachionus selanjutnya. Kemudian bak kultur di isi kembali dengan fitoplankton hingga volume semula (Matsum, 2009).

            Pemanenan dapat dilakukan pada hari ke empat sampai sembilan jika populasinya sudah mencukupi, pemanenan tersebut dilakukan dengan cara menggunakan seser halus. Waktu pemanenan dilakukan pada pagi hari disaat matahari terbit, pada waktu tersebut rotifer akan banyak mengumpul dibagian permukaan media untuk mencari sinar. Dengan tingkah lakunya tersebut akan sangat mudah bagi para pembudidaya untuk melakukan pemanenan. Rotifer yang baru dipanen tersebut dapat digunakan langsung untuk konsumsi larva atau benih ikan (Gusrina, 2008).

            Pemanenan rotifer dengan cara mengalirkan air media pemeliharan dengan bantuan selang spiral 1 dim dan menyaring serta menampung rotifera yang terbawa air media dengan planktonnet 200 – 400 µm. Panen rotifer dapat dilakukan setap hari pada bak kultur yang sama. Pada umumnya metode panen harian dapat berlangsung hingga 3 – 4 minggu. Hasil panen rotifer dapat langsung di masukan ke bak pemeliharaan larva ikan ataupun diperkaya terlebih dahulu untuk meningkatkan nilai nutrisi rotifer. Jika dengan metode transfer, kultur rotifer umumnya dilakukan menggunakan bak ukuran kecil maksimal 10 m³ tergantung kebutuhan (Matsum, 2009)

           

2.2 Nannochloropsis oculata

2.2.1 Klasifikasi Nannochloropsis oculata

Nannochloropsis sp. adalah alga bersel satu yang termasuk dalam kelas Eustigmatophyceae yang di kenal sebagai marine chlorella dan umumnya dibudidayakan di pembenihan-pembenihan ikan sebagai pakan rotifer. Nannochloropsis sp. mempunyai peranan penting dalam suatu kegiatan pembenihan karena kandungan nutrisinya yang tinggi dan memiliki kemampuan memproduksi bahan-bahan yang sangat penting seperti pigmen (zeaxanthin dan astaxanthin) dan Poly Unsaturated Fatty Acid (PUFA). Nannochloropsis sp. (marine chlorella) adalah makanan yang baik untuk rotifer (Brachionus plicatilis) karena mempunyai kandungan asam lemak (HUFA) cukup tinggi sehingga baik bagi larva ikan (Wisnu, 2006).

Menurut Anonim (2008), klasifikasi Nannochloropsis sp. berikut :

Kingdom         : Chromista

Filum               : Heterokonta

Kelas               : Eustigmatophyceae

Sub-kelas         : Bacillariophycideae

Genus              : Nannochloropsis

Species            : Nannochloropsis sp.

2.2.2 Faktor Pertumbuhan Nannochloropsis sp.

Secara umum pertumbuhan fitoplankton dipengaruhi oleh parameter-parameter sebagai berikut :

1. pH

Derajat keasaman atau pH digambarkan sebagai keberadaan ion hidrogen. Variasi pH pada dapat mempengaruhi metabiolisme dan pertumbuhan kultur mikroalga antara lain mengubah keseimbangan karbon anorganik, mengubah ketersediaan nutrien dan mempengaruhi fisiologi sel. Kisaran pH untuk kultur alga biasanya antara 7-9, kisaran optimum untuk alga laut berkisar antara 7,8-8,5. Secara umum kisaran pH yang optimum pada kultur Nannochloropsis sp. antara 7 – 9 (Anonim, 2008).

2. Salinitas

Kisaran salinitas yang berubah-ubah dapat mempengaruhi pertumbuhan fitoplankton. Beberapa fitoplankton dapat tumbuh dalam kisaran salinitas yang tinggi tetapi ada juga yang dapat tumbuh dalam kisaran salinitas yang rendah. Namun, hampir semua jenis fitoplankton dapat tumbuh optimal pada salinitas sedikit dibawah habitat asal. Pengaturan salinitas pada medium yang diperkaya dapat dilakukan dengan pengenceran dengan menggunakan air tawar. Kisaran salinitas yang dimiliki oleh Nannochloropsis sp. antara 32–36 ppt, tetapi salinitas paling optimum untuk pertumbuhan Nannochloropsis sp. adalah 33-35 ppt (Anonim, 2008). 

3. Suhu

Suhu merupakan salah satu faktor penting yang mempengaruhi pertumbuhan fitoplankton. Perubahan suhu berpengaruh terhadap proses kimia, biologi dan fisika, peningkatan suhu dapat menurunkan suatu kelarutan bahan dan dapat menyebabkan peningkatan kecepatan metabolisme dan respirasi fitoplankton diperairan. Secara umum suhu optimal dalam kultur fitoplnkton berkisar antara 20-24oC. Suhu dalam kultur diatur sedemikian rupa bergantung pada medium yang digunakan. Suhu di bawah 16^oC dapat menyebabkan kecepatan pertumbuhan turun, sedangkan suhu diatas 36^oC dapat menyebabkan kematian. Beberapa fitoplankton tidak tahan terhadap suhu yang tinggi. Pengaturan suhu dalam kultur fitoplankton dapat dilakukan dengan mengalirkan air dingin ke botol kultur atau dengan menggunakan alat pengatur suhu udara (Taw, 1990).

4. Cahaya

Cahaya merupakan sumber energi dalam proses fotosintesis yang berguna untuk pembentukan senyawa karbon organik. Intensitas cahaya sangat menentukan pertumbuhan fitoplankton yaitu dilihat dari lama penyinaran dan panjang gelombang yang digunakan untuk fotosintesis. Cahaya berperan penting dalam pertumbuhan mikroalga, tetapi kebutuhannya bervariasi yang disesuaikan dengan kedalaman kultur dan kepadatannya. Kedalaman dan kepadatan kultur yang lebih tinggi menyebabkan intensitas cahaya yang dibutuhkan tinggi. Intensitas cahaya yang terlalu tinggi dapat menyebabkan fotoinhibisi dan pemanasan. Penggunaan lampu dalam kultur mikroalga minimal dinyalakan 18 jam per hari, hal tersebut dilakukan sampai mikroalga dapat tumbuh dengan konstan dan normal.(Coutteau, 1996).

5. Karbondioksida

Karbondioksida diperlukan oleh fitoplankton untuk memenbantu proses fotosintesis. Karbondioksida dengan kadar 1-2 % biasanya sudah cukup digunakan dalam kultur fitoplankton dengan intensitas cahaya yang rendah. Kadar karbondioksida yang berlebih dapat menyebabkan pH kurang dari batas optimum sehingga akan berpengaruh terhadap pertumbuhan fitoplankton (Taw, 1990).
6. Nutrien

Fitoplankton mendapatkan nutrien dari air laut yang sudah mengandung nutrien yang cukup lengkap. Namun pertumbuhan fitoplankton dengan kultur dapat mencapai optimum dengan mencapurkan air laut dengan nutrien yang tidak terkandung dalam air laut tersebut. Nutrien tersebut dibagi menjadi makronutrien dan mikronutrien, makronutrien meliputi nitrat dan fosfat. Makronutrien yang berupa nitrat dan fospat merupakan pupuk dasar yang mempengaruhi pertumbuhan fitoplankton. Nitrat adalah sumber nitrogen yang penting bagi fitoplankton baik di air laut maupun di air tawar. Bentuk kombinasi lain dari nitrogen seperti amonia, nitrit, dan senyawa organik dapat dapat digunakan apabila kekurangan nitrat. Mikronutrien organik merupakan kombinasi dari beberapa vitamin yang berbeda-beda. Vitamin tersebut antara lain B12, B1 dan Biotin. Mikronutrien tersebut digunakan fitoplankton untuk berfotosintesis (Taw, 1990).
7. Aerasi

Aerasi dalam kultur mikroalga diguanakan untuk proses pengadukan medium kultur. Pengadukan sangat penting dilakukan yang bertujuan untuk mencegah terjadinya pengendapan sel, nutrien dapat tersebar sehingga mikroalga dalam kultur mendapatkan nutrien yang sama, mencegah sratifikasi suhu, dan meningkatkan pertukaran gas dari udara ke medium. (Taw, 1996).

Pertumbuhan fitoplankton dalam kultur dapat ditandai dengan bertambah besarnya ukuran sel atau bertambahnya banyaknya jumlah sel. Kepadatan sel dalam kultur Nannochloropsis sp. digunakan untuk mengetahui pertumbuhan jenis fitoplankton tersebut. Kecepatan tumbuh dalam kultur ditentukan dari medium yang di gunakan dan dapat dilihat dari hasil pengamatan kepadatan Nannochloropsis sp. yang dilakukan tiap 24 jam (1 hari) untuk kultur Nannochloropsis sp.. Pertumbuhan fitoplankton secara umum dapat dibagi menjadi lima fase yang meliputi fase lag, fase eksponensial, fase penurunan kecepatan pertumbuhan, fase stasioner dan fase kematian. Keberhasilan kultur ditandai dengan pertumbuhan yang semakin meningkat dari kepadatan fitoplankton, hal tersebut merupakan waktu generasi pertumbuhan fitoplankton, sehingga dapat dikatakan waktu generasi merupakan waktu yang diperlukan suatu fitoplankton untuk membelah dari satu sel menjadi beberapa sel dalam pertumbuhan.

2.2.3 Kultur Semi Massal

Cara kultur Nannochloropsis sp. skala semi massal dilakukan dengan menggunakan dua medium yaitu medium Guillard f/2 dan medium modifikasi. Langkah pertama yang dilakukan adalah melakukan pengenceran air laut dengan salinitas 35% dengan aquadest untuk mendapatkan salinitas 28 ppt. Langkah selanjutnya adalah membuat medium f/2 dan medium modifikasi. Medium f/2 dibuat dengan bahan NaNO3, NaH2PO4.H2O, trace elemen masing-masing sebanyak 1 ml dan 0,5 ml vitamin, sedangkan medium modifikasi dibuat dengan bahan KNO3, NaH2PO4, FeCl, EDTA, dan vitamin f/2 sebanyak 0,5 ml. Sama halnya dengan pembuatan medium pada acara kultur skala laboratarium, semua bahan yang dibutuhkan dalam pembuatan medium tersebut kemudian dilarutkan dalam air laut dengan salinitas 28 ppt, dan vitamin diberikan bagian terakhir setelah semua bahan dilarutkan terlebuh dahulu pada air laut. Langkah selanjutnya adalah melakukan pengamatan kepadatan awal Nannochloropsis sp. yang kemudian ditebar pada medium, dan dilanjutkan dengan pemeliharaan selama 7 hari. Pengamatan kepadatan Nannochloropsis sp. dilakukan tiap 24 jam (satu hari).

2.3 Tetraselmis chuii

2.3.1. Klasifikasi Tetraselmis chuii

Tetraselmis chuii merupakan mikroalga dari golongan alga hijau (chlorofyceace) yang mempunyai prospek cerah dimasa mendatang. Menurut Butcher (1959) mengklasifikasikan kedudukan Tetraselmis chuii sebagai berikut :

Filum               : Chlorophyta

Kelas               : Chlorophyceae

Ordo                : Volvocales

Sub ordo         : Chlamidomonacea

Genus              : Tetraselmis

Spesies            : Tetraselmis chuii

2.3.2 Morfologi Tetraselmis chuii

Tetraselmis chuii berupa sel tunggal yang berdiri sendiri-sendiri dengan ukuran 7-12 mikron. Tetraselmis chuii ini memiliki klorofil (zat hijau daun) sehingga warnanya hijau cerah dan dapat berfotosintesis. Tetraselmis chuii dapat bergearak aktif seperti seekor hewan karena mempunyai 4 buah bulu cambuk (flagela). Tetraselmis chuii banyak terdapat di air payau, air laut dan sudah banyak dibudidayakan, khususnya ditempat pembenihan udang. Perkembang biakannya berlangsung cepat melalui pembelahan sel. Dalam hal ini protoplasma sel vegetatif mengadakan pembelahan berulang-ulang sehingga dari satu sel induk dapat terbentuk 2 – 16 sel anak (Mujiman, 2004). Dari literatur telah diketahui penggunaan alga secara komersial antara lain sebagai bahan makanan, energi biomass, pupuk pertanian, dan industri farmasi. Tetraselmis chuii mempunyai nilai gizi tinggi karena mengandung protein (50%), lemak (20%), karbohidrat (20%), asam amino, vitamin dan mineral (Cresswell, 1989).

Tetraselmis chuii termasuk alga hijau, mempunyai sifat selalu bergerak, berbentuk oval elips, mempunyai empat buah flagella pada ujung depannya yang berukuran 0,75-1,2 kali panjang badan dan berukuran 10x6x5 µm (Butcher, 1959).

Menurut Mujiman (1984), Sel-sel Tetraselmis chuii berupa sel tunggal yang berdiri sendiri. Ukurannya 7-12 µm, berkolorofil sehingga warnanya pun hijau cerah. Pigmen penyusunnya terdiri dari klorofil. Karena memiliki flagella maka Tetraselmis dapat bergerak seperti hewan. Pigmen klorofil Tetraselmis chuii terdiri dari dua macam yaitut karotin dan xantofil. Inti sel jelas dan berukuran kecil serta dinding sel mengandung bahan sellulosa dan pektosa.

2.3.3 Habitat

Tetraselmis tumbuh dengan kondisi salinitas optimal antara 25 dan 35 ppm (Fabregas et al, 1984). Menurut Griffith et al (1973) mengatakan bahwa Tetraselmis chuii masih dapat mentoleransi suhu antara 15^o-35^oC, sedangkan suhu optimal berkisar antara 23^o-25^oC.

2.3.4 Faktor Pertumbuhan Tetraselmis chuii

Faktor-faktor yang mempengaruhi pertumbuhan Tetraselmis chuii adalah suhu, salinitas, intensitas cahaya dan pH. Keberhasilan media dan semua peralatan yang digunakan selama kultur, pemupukan serta aerasi yang diberikan secara terus

menerus. Suhu, merupakan faktor lingkungan yang berpengaruh terhadap proses metabolisme dan fotosintesi. Tetraselmis chuii masih dapat bertahan hidup pada suhu 40^o C, tetapi tidak tumbuh. Kisaran suhu 25– 30^oC merupakan kisaran suhu yang optimum untuk Pertumbuhan Tetraselmis chuii (Isnansetyo dan Kurniastuty, 1995). Salinitas bagi Tetraselmis chuii sangat penting untuk mempertahankan tekanan osmotik antara protoplasma dengan air sebagai lingkungan hidupnya. Karena dapat mempengaruhi proses metabolisme. Tetraselmis chuii dapat tumbuh pada salinitas 0 – 35 ppt. Salinitas 30 – 32 ppt merupakan salinitas optimum untuk pertumbuhan Tetraselmis chuii. Derajat Keasaman (pH), berpengaruh langsung terhadap pertumbuhan fitoplankton. Kisaran pH yang optimal bagi pertumbuhan Tetraselmis chuii adalah 8 – 9,5 (Fogg, 1987).

Intensitas Cahaya, Secara fisiologi cahaya mempunyai pengaruh baik langsung maupun tidak langsung. Pengaruhnya pada metabolism secara tidak langsung memengaruhi pertumbuhan dan perkembangan. Proses perkembangan yang dikendalikan cahaya ditemui pada semua tahap pertumbuhan. Karena peranan yang mendasar dari fotosintesis didalam metabolism tanaman, maka cahaya merupakan salah satu faktor lingkungan terpenting (Fitter dan Hay, 1991). Peranan cahaya dalam fotosintesis adalah membantu menyediakan energi untuk diubah menjadi energi kimia dengan bantuan klorofil. Klorofil adalah substansi yang berwarna hijau sehingga klorofil kelihatan berwarna hijau. Proses fotosintesis dapat dipengaruhi oleh faktor-faktor eksternal maupun internal. Faktor eksternal yang mungkin berpengaruh adalah cahaya, karbon dioksida, air, suhu dan mineral. Faktor internal yang dapat mempengaruhi proses fotosintesis antara lain struktur sel, kondisi klorofil, dan produk fotosintesis serta enzim-enzim dalam daun /organ fotosisntesis (Abidin, 1987). Sama seperti tumbuhan lainnya, Tetraselmis chuii juga memerlukan tiga komponen penting untuk tumbuh, yaitu sinar matahari, karbon dioksida dan air. Tetraselmis chuii menggunakan sinar matahari untuk menjalankan proses fotosintesis. Fotosintesis merupakan proses biokimia penting pada tumbuhan alga, dan beberapa bakteri untuk mengubah energi matahari menjadi energi kimia. Energi kimia ini akan digunakan untuk menjalankan reaksi kimia, misalnya pembentukan senyawa gula, fiksasi nitrogen menjadi asam amino, dll. Tetraselmis chuii menangkap energi dari sinar matahari selama proses fotosintesis dan menggunakannya untuk mengubah substansi anorganik menjadi senyawa gula sederhana. Penanaman Tetraselmis chuii untuk menghasilkan biomassa mungkin akan sedikit lebih sulit karena alga membutuhkan perawatan yang sangat baik dan mudah terkontaminasi oleh spesies lain yang tidak diinginkan (Diharmi, 2001). Intensitas cahaya optimum untuk pertumbuhan Tetraselmis chuii adalah 2000 sampai 10.000 lux (Taw, 1990).

Dari uraian diatas dijelaskan bahwa cahaya merupakan sumber energi utama dalam fotosisntesis, dan secara tidak langsung berpengaruh terhadap proses

pertumbuhan tanaman pada umumnya dan pada khususnya terhadap pertumbuhan

Tetraselmis chuii. Namun energi yang diberikan oleh cahaya bergantung pada kualitas cahaya, intensitas cahaya, dan waktu.

2.4 Chaetoceros sp.

2.4.1 Klasifikasi Chaetoceros sp.

Filum               : Bacillariophyta

Class                : Bacillariophyceae

Ordo                : Centrales

Family             : Chaetocerotaceae

Genus              : Chaetoceros

Spesies            : Chaetoceros sp.

2.4.2 Karakteristik Chaetoceros sp.

Chaetoceros termasuk dalam kelompok diatomae (Bacillariophyceae) yang mempunyai banyak species yang dimungkinkan untuk pakan larva udang. Susunan tubuhnya ada yang berbentuk sel tunggal dan ada juga yang berbentuk koloni dengan bentuk tubuh simetri bilateral (pennales) dan simetri radial (centrals). Terdapat dinding sel yang disebut frustula yang tesusun dari bagian dasar yang dinamakan hipoteka dan bagian tutup dinamakan epiteka dan juga sabuk atau singulum. Frustula ini tersusun oleh zat pectin yang dilapisi oleh silicon. Cadangan makanan berupa tepung krisolaminarin.

 Jenis yang sering digunakan adalah Chaetoceros calcitrans yang mempunyai karakteristik toleransi yang tinggi terhadap temperatur. Bila kulturnya dilakukan pada temperatur 40°C, tidak terdapat pigmentasi, sedangkan pada temperatur 20 -30°C pertumbuhan terjadi secara normal, sedangkan temperatur yang optimal adalah 25 - 30°C. Salinitas minimal yaitu 6 permil akan tetapi yang optimal adalah 17 - 25 permil.

2.5 Isochrysis galbana

2.5.1 Klasifikasi I. galbana

            I. galbana adalah fitoplankton laut subtropis yang menurut Lewin (1962) dapat dimasukkan dalam klasifikasi sebagai berikut :

Filum               : Crysophyta

Class                : Haptophyceae

Ordo                : Isochrysidales

Family             : Isochrysidaceaea

Genus              : Isochrysis

Spesies            : I. galbana

2.5.2 Morfologi I. galbana

Fitoplankton ini pertama kali ditemukan oleh Lohman pada cangkang Appendicularia (Raymont, 1980). I. galbana dilihat dari depan berbentuk oval sampai elips, di ujung depan terdapat 2 buah flagella yang sama panjang berukuran sangat halus yang disebut haptonema (Chapman dan Chapman, 1973). Flagella digunakan sebagai alat gerak sehingga spesies ini dapat berenang bebas, walaupun sangat lamban. Fitoplankton bersel tunggal ini mempunyai ukuran 3,5-4,0 µm. Class Haptophyceae mempunyai pigmen α carotenen, β carotene, fluxochathin, diatoxanthin, dan diadinoxanthin sehingga fitoplanton ini terlihat berwarna kekuning-kuningan.

Gambar 3. I.galbana

Disamping ciri-ciri diatas, Person dkk. (1961) dalam Fogg (1975) menyebutkan bahwa susunan makanan dari class Haptophyceae terdiri dari 1,41 protein/karbon, 0,45 karbohidrat/karbon, dan 0,12 lemak/karbon.